蛋白提取方法(精简3篇)
蛋白提取方法 篇一
蛋白是生物体内一种重要的有机物质，具有多种生物学功能。在科研领域和工业生产中，蛋白的提取是一个重要的步骤。本文将介绍几种常用的蛋白提取方法。
1. 直接振荡法
直接振荡法是一种简单易行的蛋白提取方法。将待提取的样品和相应的缓冲液放入离心管中，加入玻璃珠或砂砾，用振荡器振荡一定时间，使细胞破碎释放蛋白。然后通过离心将蛋白分离出来。这种方法操作简单，但蛋白提取率较低。
2. 超声波法
超声波法是利用超声波的机械作用使细胞破碎，释放蛋白。将样品和缓冲液放入超声波离心管中，进行超声波处理，然后通过离心将蛋白分离出来。这种方法操作简便，提取效率高，但对蛋白的活性有一定影响。
3. 离心法
离心法是通过不同密度的介质将蛋白分离出来。将样品和缓冲液放入超速离心管中，进行离心，使不同密度的蛋白分层，然后收集目标蛋白。这种方法适用于大量蛋白的提取，但操作较为繁琐。
综上所述，不同的蛋白提取方法各有特点，可以根据实际需要选择合适的方法进行蛋白提取。在提取过程中，要注意保护蛋白的活性，确保提取的蛋白质量和纯度。
蛋白提取方法 篇二
蛋白提取是生物学研究和工业生产中的重要步骤，不同的样品和目的需要选择合适的提取方法。本文将介绍几种常用的蛋白提取方法及其优缺点。
1. 破碎法
破碎法是一种常用的蛋白提取方法，通过机械或化学手段破坏细胞膜释放蛋白。常用的破碎方法包括超声波、高压破碎和冻融破碎等。这种方法操作简单，提取效率高，但可能对蛋白的活性造成一定影响。
2. 溶解法
溶解法是将样品溶解在适当的缓冲液中，通过离心或过滤等手段将蛋白分离出来。这种方法适用于蛋白水溶性较好的样品，操作简便，但提取效率较低。
3. 亲和层析法
亲和层析法是利用蛋白与亲和柱上的配体之间的特异性结合来提取蛋白。这种方法具有高选择性和高纯度，适用于提取特定的蛋白。但亲和柱的选择和配体的合成需要一定的技术。
综上所述，蛋白提取方法有多种选择，可以根据不同的实验目的和样品特点选择合适的方法。在选择方法时要考虑提取效率、蛋白活性和纯度等因素，以确保提取的蛋白满足实验或生产的需求。
蛋白提取方法 篇三
1.2.1.1三氯醋酸/丙酮沉淀法[1]
(1)冰上取材，称湿重，置液氮中冻存或直接进行下一步；
(2)在液氮中研碎样品或使用机械匀浆器磨碎组织；
(3)将粉末悬浮于含DTT(0.2%w/v)的10%三氯醋酸（w/v）的丙酮溶液中；
(4)蛋白–20℃沉淀过夜；
(5)35000×g(6℃)离心30min；
将沉淀重悬于含0.2%DTT的预冷丙酮中；
(7)-20℃放置1h；
35000×g(6℃)离心30min；
(9)在通风橱中让丙酮充分挥发，得到干燥的沉淀；
(10)在裂解液中重新溶解沉淀（50-100mg组织需要1ml裂解液）；
(11)15℃,40000×g，离心1hr；
(12)用Bradford法[2]测定上清的蛋白浓度，分装后置–75℃保存。
1.2.1.2超速离心法
(1)取材；
(2)用研钵在液氮冷冻条件下将样品研成粉末，每1g样品加入0.5ml裂解液，使用组织匀浆器匀浆30s；
(3)组织悬液15℃，10000×g离心10min；
(4)上清液4℃，150000×g超速离心45min；
(5)小心避开上层漂浮的脂质层，吸取离心上清6℃40,000g再次离心50min；
取离心上清。Bradford法定量，分装后置–75℃保存。
1.2.2培养细胞蛋白提取
1.2.2.1循环冻融法
(1)吸出培养液弃去，0.01mol/LPBS洗一次；
(2)加入PBS，用橡胶刮收集细胞于10ml离心管中；
(3)500×g，离心5min；
(4)弃上清，PBS洗三次（室温,500×g，5min），
(5)在离心管中加入1mlPBS，重悬细胞，用1ml微量加液器移入Eppendorf管中；
执行Biofuge存储程序8，500×g5min离心；
(7)用200μl微量加液器吸出PBS，弃去；
吸干残留的PBS，估计样品体积，加入5倍体积裂解液，巴氏滴管混匀，液氮中反复冻融三次(每次置液氮中3s，室温融化)，DTT在第一次冻融后加入；
(9)执行Biofuge存储程序6，15℃，40000×g，离心1hr(Biofuge)；
(10)上清Bradford法定量，沉淀-75℃保存备用。
1.2.2.2超声破碎法
(1)取对数生长期的细胞，吸出培养液弃去，0.01mol/LPBS洗一次；
(2)加入PBS，用橡胶刮收集细胞于10ml离心管中；
(3)室温，500×g，离心5min；
(4)弃上清，PBS洗3次（室温,500×g，5min）；
(5)在离心管中加入1mlPBS，重悬细胞，用1ml微量加液器移入Eppendorf管中，500×g离心5min；
吸干残留的PBS，估计样品体积，加入5倍体积裂解液，混匀，移入1.5mlEppendorf管中，冰浴中以最大功率超声破碎细胞（3×10s）；
(7)15℃,40000×g，离心1hr(Biofuge)；
上清Bradford法定量，沉淀-75℃保存备用。
2结果和讨论
蛋白质提取的基本步骤包括清洗组织或细胞、裂解细胞、离心除去膜组分等获得溶解的蛋白质上清。
我们破碎细胞采用循环冻融法和超声波法；破碎组织采用液氮研磨法和机械匀浆法。循环冻融法操作简便，比较适合提取培养细胞的稳定蛋白，我们后期实验对培养细胞主要采取这种破碎方式。使用超声破碎必须注意的是控制强度在一定限度
，即刚好低于溶液产生泡沫的水平。因为产生泡沫会导致蛋白质变性，同时要注意散热。匀浆是机体软组织破碎最常用的方法之一。由于匀浆过程中蛋白质被蛋白酶降解的可能性较小，所以匀浆是简便、迅速和风险小的组织破碎方法，我们实验室在破碎脑和脊髓组织时常用此法；由于神经组织比较柔软，液氮研磨法也很适合，本实验中我们使用了这一方法破碎大鼠脊髓组织，中枢神经组织由于富含脂类，沉淀法和高速离心法可以使蛋白和脂类干扰物质有效分离，但沉淀法的缺点是再溶解时蛋白损失严重。高速离心的缺点是需要样品量大，如BeckmanL7-65超速离心机的离心管容量为8ml，不适用小量样品的制备。
在众多的`裂解液配方中，我们主要采用9M尿素,4%w/vCHAPS,1%w/vDTT,0.5%两性电解质加蛋白酶抑制剂混合物，原因是这一配方经长期使用很稳定，裂解效率也较高，非常适合小量细胞蛋白提取要求。针对富脂的中枢神经组织中脂类物质与蛋白相互作用，高浓度的尿素可以造成强变性条件(但如果再提高尿素浓度，尿素就容易析出，影响蛋白的溶解)，过量的去污剂也可以减少脂类的污染，两性电解质可以提高蛋白的溶解度，同时
有利于等待聚焦。早期我们加入Tris碱以防止蛋白的水解，但是由于盐离子的引入，导致IEF电压过低，影响聚焦。
